Digitalisierung SAPM

Digitalisierung der SAPM Fische

Kamera Hardware & Software

Es gibt zwei Objektive für die Kamera. Bisher wurde für alle Fotos das Nikkor 60 Makro verwendet (auf dem Bild zu sehen). Bei Live View-Betrieb verbraucht die Kamera sehr viel Strom und kann innerhalb von 1.5h eine Batterie leeren, weshalb mindestens zwei Batteriepacks vorhanden sien sollten. Es empfielt sich, das zweite immer parallel aufzuladen.

Alle Fotos werden tethered (über den Computer gesteuert) gemacht. Verwendet wird dafür momentan ein Programm, das noch eine kostenlose Betaversion ist und dementsprechend auch noch viele Lücken/nichtimplementierte Features und ein paar Bugs hat. Es ließen sich damit problemlos 2200 Fotos schießen, die Website dazu ist http://www.remotedslrcontrol.com/. Es läuft auf Vista nicht gut, aber auf Win2000 und 7 problemlos. Es existiert quasi keine Dokumentation, ist aber größtenteils selbsterklärend.

Ein Pfad und eine Namensstruktur für neue Dateien lassen sich voreinstellen (configure file settings, unten rechts). Namensstruktur ist: SAPM-PI-[5-stellige Ziffer]. Das Programm beginnt bei 00000 und zählt hoch. Diese temporäre Nummer muss dann noch durch die eigentliche SAPM-Nummer ersetzt werden. Siehe weiter unten für ein Caveat bezüglich dieses Mechanismus. Alle Bilder sind derzeit auf der mobilen Festplatte gespeichert (Verzeichnis 'Diversity Fischfotos'), organisiert in (+/-) tägliche Verzeichnisse. Dort befindet sich auch 'Fotoliste.xslx': Excel-Tabelle aller Bilder mit Datum, Blende, Belichtungsabgleich, und täglicher Laufnummer. Es empfiehlt sich, den primären Schreibpfad für neue Bilder auf die lokale statt auf die externe Festplatte zu legen, sonst dauert das Schreiben recht lange (~20MB per Bild).

Arbeitsfluss

• Kamera per USB anschließen und anschalten
• Programm starten, Kamera als Quelle auswählen. Alle Aktionen (außer evtl. Fokusbereich) ab jetzt durch den Computer.
• auf Live View schalten. Kamerahöhe einstellen; Präparat arrangieren; Blende wählen; Belichtungsabgleich wählen
• Live View abschalten; Autofokus; Bild machen. Falls der Autofokus nicht will, evtl. Fokusbereich (Punkt/Punktmenge/Ganzbild) an der Kamera (Drehschalter) umstellen – meist auf Ganzbild
• auf die Fotoliste umtabben und das Bild eintragen
• am Ende des Tages/der zu fotografierenden Kastenmenge: die neuen Bilder im Windows Explorer durchgehen und die Dateien mittels der Laufnummer + Fotoliste so umbennen, dass die 5-stellige Nummer der korrekten SAPM-Nummer entspricht. Im Falle von mehreren Fotos, die zu einem einzelnen Präparate gehören, an die SAPM-Nummer ein „_1“, „_2“ etc anhängen. Neues Verzeichnis auf externer Festplatte erstellen und alle Bilder rüberheben.
• Die Aufnahme eines Fotos dauert durchschnittlich 12,5 Minuten.

Verwendete Einstellungen

• Resolution: 3184x2120 (6.7 Mpix), unkomprimierte TIFFs (das sollte von der Kamera aus voreingestellt sein)

• ISO 640

• Auto ISO: False

• White Balance: Auto

• Exposure Mode: Aperture Priority (i.e. eingestellte Blende wird beibehalten)

• Aperture: je nach Präparat; f/32 bis f/20

• Exposure Compensation: je nach Präparat; 0.0 bis -1.0

Notes

Fotos sollten im abgedunkelten Zimmer mit Standbeleuchtung gemacht werden, um Lichtverläufe vom Fenster her zu vermeiden.

Dunkelblaues Tonpapier als Unterlage, matte Glasscheibe auf Abstandshaltern (kleine Kästen) darüber. Die Lampen sollten nach außen leuchten, um Lichtreflexe zu veringern. Das Präparat wird direkt auf der Glasscheibe arrangiert.

Auf jedem Foto sollte eine Farbpalette und eine Skala vorhanden sein (beide groß oder beide klein).

Siehe die schon fertigen Fotos bezüglich sinnvoller Arrangements des Kasteninhalts. Alles, was in eigenen Tüten ist, sollte ausgelegt werden (aber eingepackt lassen); unverpackte Element im Kasten lassen und dort ein bisschen auf gute Sicht verteilen, außer sie sind übereinander gestapelt, wie bei den großen Brocken (Zackenbarsch etc.) gern der Fall. Wenn Raum ist, kann man oft gut den Schädel noch speziell außerhalb des Kastens platzieren. Grundsätzlich sollte das Bild gut ausgefüllt bzw. so nah wie sinnvoll gezoomt sein, aber wenn Du gerade eine Serie von Kästen eines Typs durchfotografierst und einer hat mal weniger verteilbaren Inhalt, macht es wohl mehr Sinn, ein bisschen Freiraum auf dem Bild zu lassen, als Kameraabstand, Fokus und Paletten/Skalen-Position für ein Einzelstück zu verändern. Sehr große Präparate müssen auf mehrere Fotos verteilt werden. Rote Kästen und meist auch die extratiefen trennerlosen Klarsichkästen ganz ausräumen und Kästen nicht mit aufs Bild nehmen.

Folgende Tabelle enthält erprobte Kamerahöhen für die einzelnen Kastengrößen, sowie verwendeten Paletten/Skalentyp und Blende (siehe dazu unten).

Kasten	Kamerahöhe	Blende	Palette/Skala
Extra große Einzelteile (aus extratiefen trennerlosen Kästen und roten Kisten) und tiefe Kästen mit Trennrippen	bis zu ~80cm (bei weiterem Abstand kommt der Rand der Unterlage ins Blickfeld)	f/32	groß
Gross 9 Fächer	~75cm	f/29	groß
Mittel 6 Fächer	~63cm	f/25	groß
Klein 4 Fächer	~38cm	f/22	klein
Mini Multi-Fach oder trennerlos (das wäre auch die Größe von Otolithen-Kästen)	~30cm	f/20	klein

Die Blende ist ein Kompromiss zwischen Lichtstärke und Tiefenschärfe. Im Falle von komplett ausgräumten Präparaten (kein Kasten im Bild) empfiehlt sich eine niedrigere Blende, weil alle Objekte flacher sind – meist /25 oder /22. Für ausgeräumte Extrembrocken wie 20cm hohe Tüten voller Wirbel etc. dann dementsprechend Blende auf /32 hochstellen.

Je nach Farbgebung des Präparats muss auch eine Lichtkompensation (exposure compensation) gewählt werden, da die Fotos sonst auf lichtstärkeren (ie.e. moderneren) Bildschirmen überhellt und schwer auszumachen sind. Dunkle oder gelbliche Präparate lassen sich ohne (0.0) fotografieren, wenn Schuppen, helle Knochen, oder sehr volle und deshalb spiegelnde Tüten dabei sind, empfiehlt sich -0.3 oder -0.7, und bei weißen Knochen -1.0.

Mögliche Probleme

• Bei jedem Neustart des Programms fängt die Ziffernvergabe im Dateinamen wieder bei 00000 an und überschreibt schon im Verzeichnis vorhandene Dateien gleichen Namens ohne Warnung. Es ist daher empfehlenswert, eine Reihe von numerierten Temporär-Verzeichnissen anzulegen und nach jedem Programmstop die gerade produzierten Bilder in das nächste Verzeichnis in Reihe zu verschieben.
• Programmstops/Neustarts ergeben sich durch Batteriewechsel (entweder geplant oder wenn sie plötzlich leer ist). Wenn die Kamera ausgeschaltet wird oder ihr der Strom versagt, besteht eine ca. 50% Chance, dass das Programm sich aufhängt, in welchem Fall Neustart und → siehe vorheriger Punkt.

Fotografieren der Fischskelette seit 02.07.2013

Ort: Poing

Kamera: Nikon D700 Kamera und AF-S Micro Nikkor 60mm Objektiv

Aufbau: siehe Anleitung von Florian Weller

Durchführung: Im Großen und Ganzen habe ich mich an die Anleitung Florian Wellers gehalten. Die Vergabe der SAPM Nummer war jedoch nicht mehr nötig und auch der Bar-Code war bereits auf den Kästen vorhanden. Auch ich habe das Programm RemoteDSLRControl benutzt und von den Einstellungen her die Anleitung zu Rate gezogen. Allerdings muss erwähnt werden, dass dieses Programm unter Umständen Probleme unter WinXP Systemen verursacht. Ich schätze, dass es an der Version von Framework liegt, habe aber das Problem nicht lösen können, und daher auf einem Win7 LapTop gearbeitet. Alternativ empfehle ich das Programm DigiCamControl, das etwas stabiler läuft, aber manchmal Probleme mit dem „LiveView“ hat. In diesem Fall einfach das Programm beenden, die Kamera aus- und einschalten und DigiCamControl neu starten. Die Blendeneinstellungen, müssen auf die Belichtungszeit angepasst werden. Je nach Objekt (heller oder dunkler) und Lichteinfall kann das Optimum etwas variieren. (Shutter Speed ~ 1/1.6)

12.07.2013 Einscannen der Fotos

Ort: Kaulbachstraße

Durchführung: Ich habe die Fotos mit Adobe Photoshop über die Scanner Software importiert. Die Auflösung (dpi) habe ich an die angepasst, um eine Dateigröße von 20MB pro Bild nicht zu überschreiten. Sie bewegte sich zwischen 600 und 800dpi. Zudem habe ich auf überflüssiges auf den Bildern verzichtet und nur die Fische und ggf. vorhandene Maßstäbe eingescannt. Das Speicherformat für alle Fotos ist .tif.

12.07.2013 Einscannen der Dias

Ort: Poing

Durchführung: Der Dia-Scanner steht derzeit in Poing, da der Treiber des Scanners auf Win7 Systemen nicht zu funktionieren scheint und in Poing noch ein Win XP PC steht. Das Programm zum einscannen heißt „Nicon Scan“ es ist jedoch relativ alt und hat daher keine Auto-Korrektur Funktion, um die Dias in besserer Qualität scannen zu können. Daher benutze ich Photoshop oder IrfanView, um die Bilder nachzubearbeiten. Wichtig beim Scannen ist allerdings auf die Art der Dias zu achten. Das Programm kann zwischen Dia-Positiven, -Negativen und Kodakdias unterscheiden. Einige Dias sind Kodaks andere Agfa-Positive.

Ab 19.07.2013 Fotografieren der Otolithen

Ort: Poing

Geräte: Optometron Mikroskop, Nikon D700 Kamera, RemoteDSLRControl Programm (bei Problemen auch DigiCamContol), Win7 Laptop mit Adobe Photoshop, Halterung für Kamera, Millimeter genauer Maßstab

Fotografieren mit Mikroskop: Einstellungen der Fotosoftware: Mode: Manual Shutter Speed: ~ 1/2,5 Aperature: nicht verfügbar ISO: 640 AutoISO: false White Balance: Auto Exposure Compensation: 0,0

Da kein Objektiv an der Kamera steckt, sondern lediglich ein Adapter für das Mikroskop, ist der Autofokus nicht verfügbar. Man muss per Mikroskop scharfstellen, allerdings ist die Entfernung von Linse-Okular verschieden zur Entfernung Linse-Kamera, daher kann man nicht per Okular scharfstellen und dann auf die Kamera umschalten, sondern muss via Live-View mit der Software auf dem Bildschirm scharfstellen. Ein guter Bildschirm ist daher notwendig, um ein gutes Ergebnis zu erzielen. Ich habe daher auch Serienweise Bilder aufgenommen wobei ich von unscharf (zu nah) nach unscharf (zu weit) einzelne Bilder aufgenommen habe, und am Ende das schärfste zur Nachbearbeitung behalten habe.

Beim Fotografieren von 2 Otolithen kann es vorkommen, dass sich nicht beide gleichzeitig scharfstellen lassen, dann sollte man eine mittelmäßige schärfe Beider herstellen und das Bild in Photoshop später nachbearbeiten. Alternativ kann natürlich auch jeder Otolith einzeln aufgenommen werden, was jedoch deutlich mehr Zeit in Anspruch nimmt (doppelte Anzahl an Bildern und ständiges scharfstellen). Als Unterlage zum Fotografieren empfehle ich die schwarze Seite der Auflagefläche, da sie mehr Kontrast zu den hellen Otolithen bietet, und auch weniger den Reflexionsring der Beleuchtung zeigt. Die Qualität der Otolithen ist Maßgeblich für ein gutes Ergebnis, daher sollten sie möglichst von Kalkseife befreit sein, da diese zum einen die zur Bestimmung notwendigen Strukturen verdeckt, aber auch auf den Fotos zum spiegeln neigt und damit die Qualität beeinträchtigt. Ich habe die Otolithen mit Rote-Bete-Saft eingefärbt, um die Strukturen besser hervorzuheben. Es ist jedoch darauf zu achten, die Otolithen während dem Einlegen zu wenden, damit sie gleichmäßig gefärbt werden. Abhängig vom Otolithen (glatte Flächen färben langsamer als zerfurchte) bleiben die Objekte etwa eine Stunde im Färbemittel, um die Konturen gut hervorzuheben. Im Notfall können sie nachgefärbt werden. Nach dem Färben sollte jeder Otolith kurz durch ein Alkoholbad gezogen werden und gut trocknen, damit sich durch die Rote Bete kein Schimmel bilden kann. Mit den o.A. Einstellungen der Software sollte die Ringbeleuchtung des Mikroskops auf etwa 2/3 des Maximums eingestellt werden, um eine Überbelichtung zu vermeiden und den Reflexionsring möglichst schwach zu halten.

Fotografieren mit Nikkor Objektiv: Einstellungen der Fotosoftware: Mode: Manual Shutter Speed: ~ 1/2,5 Aperature: f/18 ISO: 640 AutoISO: false White Balance: Auto Exposure Compensation: 0,0

Beim Fotografieren mit Objektiv habe ich den gleichen Aufbau verwendet, der bereits bei den Skelett Fotos zum Einsatz kam. Um allerdings mit dem Autofocus arbeiten zu können, darf das Objekt nicht näher als 6cm vor dem Objektiv sein. Die Bilder sind mit dem Indirekten Licht der Apparatur, bei geschlossenen Schalosien aufgenommen, um eine gleichbleibende Belichtung zu erhalten, zudem empfehle ich als Unterlage die schwarze Seite der Auflagefläche des Mikroskops zu verwenden. Aufgrund der limitierten Auflösung der Kamera sollten Otolithen, die kleiner als 1,5mm sind, mit dem Mikroskop fotografiert werden. Da beide Seiten beider Otolithen fotografiert wurden, habe ich, anders als in der Fachliteratur üblich, zuerst beide Innenseiten und dann beide Außenseiten aufgenommen. Um zu bestimmen welcher Otolith der linke und rechte ist, sind derzeit zwei Quellen vorhanden. Der „Otolith Atlas of Southern African Fishes“ und die „Vergleichend morphologische Studie über die Otolithen mariner Knochenfische“. Leider sind nicht alle Familien in diesen Quellen vertreten, jedoch lassen sich die meisten mit etwas Erfahrung leicht zuordnen. So ist z.B. in den meisten Fällen eine Öffnung des Sulcus zu erkennen, die i.A. nach außen zeigt. Ebenso kann man sich an morphologisch ähnlichen Otolithen orientieren. Um es sich später beim nachbearbeiten des Bildes leichter zu machen, sollte die Unterlage beim Fotografieren möglichst sauber sein, also immer wieder abgewischt werden, da die Otolithen Knochenstaub und Kalkseifenreste auf ihr zurücklassen.

Die Seite dokumentiert den Stand 2012-2014.

Ergänzung Anfang 2016

Die durchschnittliche Arbeitszeit für eine Skelettaufnahme beträgt jetzt 7'30".

Digitalisierung von Otolithen

Otolithen werden von zwei Seiten aufgenommen. Die durchschnittliche Arbeitszeit für eine Aufnahme beträgt 11'30".

Umfangreiche Vorarbeiten sind notwendig:

Da die Otolithen von Fischen stammen, die mazeriert wurden, gab es häufig Rückstände von Fett und Kalk zu entfernen. Es mussten zunächst verschiedene Reinigungsverfahren getestet werden. Die erforderliche Reinigung mittels Ultraschall und unter dem Mikroskop war sehr zeitaufwendig. Entfettet wurde schließlich mit Biozym, die Kalkseife ließ sich am schonendsten mit Calgon entfernen. Die durchschnittliche Reinigungszeit beträgt brutto 1°12'30", netto 12'30". Um Strukturen sichtbar zu machen, wurden die Otolithen mit Rote Beete Saft gefärbt und anschließend mit Alkohol gereinigt. Die Zeit für die Färbung betrug 2°.